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极端温度对佛手光合生理，抗氧化酶系及ROS的影响

2020-12-14阅读(701)

极端温度对佛手光合生理，抗氧化酶系及ROS的影响

论文摘要

佛手（Citrus medica var. sarcodactylis Swingle）是芸香科柑橘属香橼的变种,具有较高的观赏价值和药用价值。目前,我国广东、广西、四川、浙江、江西、福建、云南等地均有不同面积的栽培佛手。浙江栽培的佛手具有树体矮小,适合制作观果盆景,栽培管理方便的特点。近年来,在浙中地区佛手的栽培范围不断得到扩大,但同时也伴随着新的问题。由于对佛手栽培条件、生理生化等缺乏相应的理论知识,当面对极端低温时,浙中地区的佛手经常表现出生长停滞、叶片发黄水质状、组织坏死等“寒伤害”,现象；或面对高温胁迫时,所造成的“灼伤”现象。因此,我们利用人工气候室,模拟浙中地区的全年的温度,特别是冬、夏的极端温度,研究了佛手在各种温度下的生长状态、及生理生化,有利于指导佛手的实践栽培。通过模拟浙中地区冬季设施种植中常见的短暂低温弱光条件,研究了佛手叶片的光合生理变化。研究表明,15℃低温就能显著降低佛手光合速率、气孔导度,显著提高胞间C02浓度；引起Fv/Fm显著性下降及初始荧光Fo显著上升的拐点温度为10℃,但延长处理时间至72 h情况下,15℃亦显著降低Fv/Fm,低温处理还降低佛手光合羧化效率、最大光合速率,并导致光抑制现象发生时对应光强降低；低温条件下佛手叶片质膜透性及MDA含量高于对照,SOD、POD、CAT等抗氧化酶的活性则呈下降趋势,由此可见,短暂低温弱光胁迫首先是降低核酮糖1-5二磷酸羧化酶（（?）Rubisco）等碳固定关键酶活性,引起氧自由基积聚,进而引发光抑制及光合速率的下降。我们研究了在短暂高温胁迫下佛手的光合生理、叶绿素荧光、叶绿体的超微结构以及抗氧化酶系。结果表明：极端温度45℃下处理6 h,能显著降低佛手的净光合速率（Pn）和碳同化效率（CE）,并且这种抑制作用是由于非气孔限制所引起的；同时,在极端温度45℃胁迫下,由于活性氧自由基（Reactive oxygen species, ROS）的大量积累所诱发的膜脂的过氧化反应,从而导致叶绿体结构的破坏,及光系统Ⅱ（PSⅡ）活性的抑制。在40℃处理下,并没有对佛手的光合速率及光合器官造成严重的伤害,而在35℃下佛手能正常生长。因此,表明佛手是一种耐高温的植物,在浙中地区即使夏天温度达到40℃,也不需要额外的防护措施。为了研究因低温诱导的活性氧（ROS）对佛手的氧化胁迫及ROS在细胞中的含量和分布情况,我们对叶片细胞死亡率、膜脂过氧化、ROS的分布和组织化学分析、以及ROS含量进行了测定。结果表明：和对照相比,在低温胁迫下,由于ROS的过量积累,导致叶片相对电导率（REC）及MDA的升高,同时,低于5℃的低温胁迫会对佛手造成不可逆的过氧化伤害。低温胁迫下所积累的H202主要分布在叶肉细胞中；Oz-分布在细胞的各个部位,如叶肉细胞及其它叶片组织结构中,而叶绿体是产生H202和02-的主要部位。同时,利用石蜡切片技术发现：O2-主要分布在以下4个部位：（1）叶片细胞的质膜,如表皮细胞、栅栏组织、海绵组织等；（2）栅栏组织细胞内；（3）叶片细胞的细胞壁,如叶肉细胞,表皮细胞等；（4）维管束和维管束鞘。

论文目录

  • 摘要
  • ABSTRACT
  • 目录
  • 第一章 文献综述
  • 1 温度与柑橘属植物
  • 2 温度与光合生理
  • 2.1 低温胁迫与光合生理
  • 2.2 高温胁迫与光合生理
  • 3 逆境胁迫与ROS
  • 3.1 ROS的产生
  • 3.2 温度胁迫与ROS
  • 3.3 ROS信号与细胞凋亡
  • 3.4 细胞凋亡中的ROS信号传递
  • 3.5 ROS的清除
  • 4 温度胁迫与膜系统
  • 5 提高植物抗逆作用的途径
  • 6 本研究的目的和意义
  • 6.1 佛手的价值和极端温度胁迫下生理研究的重要性
  • 6.2 本研究的目的和意义
  • 第二章 低温对佛手光合生理,抗氧化酶系的影响
  • 引言
  • 1 材料与方法
  • 1.1 供试材料
  • 1.2 试验处理
  • 1.3 试验方法
  • 1.3.1 光合速率的测定
  • 1.3.2 叶片叶绿素荧光参数测定
  • 2响应曲线测定'>1.3.3 CO2响应曲线测定
  • 1.3.4 电解质外渗率（REC）测定
  • 1.3.5 待测酶液的提取
  • 1.3.6 SOD的测定
  • 1.3.7 丙二醛含量测定
  • 1.3.8 POD含量测定
  • 1.3.9 CAT活性测定
  • 1.4 数据分析
  • 2 结果与分析
  • 2.1 低温对佛手光合速率的影响
  • 2.2 低温对佛手Fv/Fm的影响
  • 2.3 低温对佛手叶绿素初始荧光的影响
  • 2.4 低温不同处理时间对佛手Fv/Fm的影响
  • 2.5 低温对佛手羧化曲线的影响
  • 2.6 低温对佛手叶片光响应曲线影响
  • 2.7 低温对佛手氧化胁迫及抗氧化酶活性影响
  • 3 讨论
  • 第三章 高温对佛手光合生理,叶绿体超微结构及ROS代谢的影响
  • 引言
  • 1 材料和方法
  • 1.1 供试材料
  • 1.2 试验处理
  • 1.3 试验方法
  • 1.3.1 光合速率和气体交换的测量
  • 1.3.2 叶绿素荧光参数的测定
  • 1.3.3 待测酶液的提取
  • 1.3.4 SOD含量的测定
  • 1.3.5 POD活性的测定
  • 1.3.6 CAT活性的测定
  • 1.3.7 膜脂质过氧化的测量
  • 1.3.8 细胞器的提取
  • 2-产生速率的测定'>1.3.9 O2-产生速率的测定
  • 2O2含量的测定'>1.3.10 H2O2含量的测定
  • 1.3.11 叶绿体超微结构的观察
  • 1.4 数据分析
  • 2 结果与分析
  • 2同化效率的影响'>2.1 高温对佛手光合速率及CO2同化效率的影响
  • 2.2 高温对佛手叶绿素荧光参数的影响
  • 2.3 高温对佛手叶绿体超微结构的影响
  • 2-和H2O2含量的影响'>2.4 高温对叶绿体和线粒体中O2-和H2O2含量的影响
  • 2.5 高温胁迫下膜脂过氧化反应
  • 2.6 高温对佛手抗氧化酶活性的影响
  • 3 讨论
  • 第四章 低温胁迫对佛手氧化伤害,ROS分布和组织化学分析
  • 引言
  • 1 材料和方法
  • 1.1 供试材料
  • 1.2 试验处理
  • 1.3 试验方法
  • 1.3.1 叶片细胞死亡率测定
  • 1.3.2 相对电导率的测定
  • 1.3.3 MDA及膜脂过氧化的化学染色
  • 1.3.4 叶绿体和线粒体的分离
  • 2O2含量的测定'>1.3.5 叶片及亚细胞器中H2O2含量的测定
  • 2-含量的测定'>1.3.6 叶片及亚细胞中O2-含量的测定
  • 2O2的组织化学分析'>1.3.7 叶片中H2O2的组织化学分析
  • 2-的组织化学分析'>1.3.8 叶片中O2-的组织化学分析
  • 1.3.9 叶片中ROS的分布和组织化学定位
  • 1.4 数据分析
  • 2. 结果与分析
  • 2.1 低温胁迫叶片细胞死亡率
  • 2.2 低温胁迫膜脂过氧化反应
  • 2O2和O2-含量的影响'>2.3 低温对叶片、叶绿体和线粒体中H2O2和O2-含量的影响
  • 2-组织化学分析'>2.4 低温胁迫叶片中O2-组织化学分析
  • 2O2组织化学分析'>2.5 低温胁迫叶片中H2O2组织化学分析
  • 2O2和O2-的分布'>2.6 低温胁迫叶片中H2O2和O2-的分布
  • 3 讨论
  • 参考文献
  • 致谢
  • 攻读学位期间发表的学术论文

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